Анализ транскриптома скелетной мускулатуры выявил влияние физических тренировок на молекулярные механизмы регуляции роста и метаболизма мышечной ткани у пациентов с хронической сердечной недостаточнстью

О. А. Иванова; Е. В. Игнатьева; Т. А. Лелявина; В. Л. Галенко; М. Ю. Комарова; М. А. Борцова; М. Ю. Ситникова; А. А. Костарева; А. А. Сергушичев; Р. И. Дмитриева

Статья

Анализ транскриптома скелетной мускулатуры выявил влияние физических тренировок на молекулярные механизмы регуляции роста и метаболизма мышечной ткани у пациентов с хронической сердечной недостаточнстью

О. А. Иванова,

Е. В. Игнатьева,

Т. А. Лелявина,

В. Л. Галенко,

М. Ю. Комарова,

М. А. Борцова,

М. Ю. Ситникова,

А. А. Костарева,

А. А. Сергушичев,

Р. И. Дмитриева

2020

https://doi.org/10.15829/1560-4071-2020-4132

Цель. Хроническая сердечная недостаточность (ХСН) сопровождается истощением скелетной мускулатуры и непереносимостью физических нагрузок. Целью настоящего проекта было исследование молекулярных механизмов, лежащих в основе терапевтического эффекта персонализированных физических тренировок у пациентов с ХСН.Материал и методы. Секвенирование РНК, полученной из биоптатов мышц скелетной мускулатуры до и после двенадцатинедельного курса тренировок, было использовано для выявления изменений экспрессии генов и сигнальных путей, индуцированных программой физической реабилитации пациентов с хронической сердечной недостаточностью (ХСН). Результаты. Мы показали, что персонализированные физические тренировки у пациентов с ХСН стимулируют активацию молекулярных путей, контролирующих дифференцировку и функционирование скелетной мусулатуры: коммитирование клеток-предшественников мышечной ткани; механизмы, регулирующие высвобождение кальция и чувствительность сократительного аппарата миофибрилл, электрическую возбудимость мышечной мембраны, генерацию протонного градиента синаптических везикул, поддержание электрохимических градиентов ионов Na+/K+. Также, анализ дифференциально экспрессирующихся генов выявил повышение экспрессии транскрипционных факторов MyoD и MEF2, ответственных за дифференцировку стволовых клеток мышц, и саркомерных генов MYOM1, MYOM2, MYH7. Наряду с этим, наблюдалась активация экспрессии гена секретируемого сигнального белка CYR61, кандидата на роль прогностического биомаркера для пациентов с ХСН.Заключение. Наши данные показывают, что благоприятный эффект персонализированных аэробных физических тренировок у больных с ХСН зависит, по крайней мере частично, от улучшения физиологических и биохимических показателей скелетной мускулатуры.

Иванова О. А., Игнатьева Е. В., Лелявина Т. А., Галенко В. Л., Комарова М. Ю., Борцова М. А., Ситникова М. Ю., Костарева А. А., Сергушичев А. А., Дмитриева Р. И. Анализ транскриптома скелетной мускулатуры выявил влияние физических тренировок на молекулярные механизмы регуляции роста и метаболизма мышечной ткани у пациентов с хронической сердечной недостаточнстью. Российский кардиологический журнал. 2020;25(10):4132. https://doi.org/10.15829/1560-4071-2020-4132

Цитирование

Список литературы

1. Zizola C, Schulze PC. Metabolic and structural impairment of skeletal muscle in heart failure. Heart Fail. Rev. 2013;18:623-30. doi:10.1007/s10741-012-9353-8.

2. Springer J, Springer J-I, Anker SD. Muscle wasting and sarcopenia in heart failure and beyond: update 2017. ESC Hear. Fail. 2017;4:492-8. doi:10.1002/ehf2.12237.

3. Dmitrieva RI, Lelyavina TA, Komarova MY, et al. Skeletal muscle resident progenitor cells coexpress mesenchymal and myogenic markers and are not affected by chronic heart failure-induced dysregulations. Stem Cells Int. 2019;1-11. doi:10.1155/2019/5690345.

4. Agostoni P, Dumitrescu D. How to perform and report a cardiopulmonary exercise test in patients with chronic heart failure. Int. J. Cardiol. 2019;288:107-13. doi:10.1016/j.ijcard.2019.04.053.

5. Wagner J, Agostoni P, Arena R, et al. The Role of Gas Exchange Variables in Cardiopulmonary Exercise Testing for Risk Stratification and Management of Heart Failure with Reduced Ejection Fraction. Am Heart J. 2018;202:116-26. doi:10.1016/j.ahj.2018.05.009.

6. Lelyavina T, Sitnikova M, Shlyakhto E. Diagnostic and prognostic value of lactate threshold and pH — threshold determination during cardiopulmonary testing in patients with chronic heart failure. Br J Med. Med. Res. 2015;5:289-96. doi:10.9734/BJMMR/2015/12920.

7. Lelyavina T, Sitnikova M, Galenko V, et al. Аerobic training in heart failure patients with optimal heart failure therapy — a prospective randomized study. World J. Pharm. Res. 2017;6:59-67.

8. Галенко В. Л., Лелявина Т. А., Ситникова М. Ю. Предикторы ответа на физические тренировки у больных СНнФВ. Кардиология. 2018;58(S4):22-8. doi:10.18087/cardio.2434.

9. Lelyavina TA, Galenko VL, Ivanova AO, et al. Clinical Response to Personalized Exercise Therapy in Heart Failure Patients with Reduced Ejection Fraction Is Accompanied by Skeletal Muscle Histological Alterations. International journal of molecular sciences. 2019;20(21):551. doi:10.3390/ijms20215514.

10. Sergushichev AA. An algorithm for fast preranked gene set enrichment analysis using cumulative statistic calculation. bioRxiv. 2016;60012. doi:10.1101/060012.

11. Popov DV, Makhnovskii PA, Shagimardanova EI, et al. Contractile activity-specific transcriptome response to acute endurance exercise and training in human skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2019;316:E605-E614. doi:10.1152/ajpendo.00449.2018.

12. Yoshida T, Delafontaine P. An Intronic Enhancer Element Regulates Angiotensin II Type 2 Receptor Expression during Satellite Cell Differentiation, and Its Activity Is Suppressed in Congestive Heart Failure. J Biol Chem. 2016;291:25578-90. doi:10.1074/jbc.M116.752501.

13. Hendrickse P, Degens H. The role of the microcirculation in muscle function and plasticity. J. Muscle Res. Cell Motil. 2019;40:127-40. doi:10.1007/s10974-019-09520-2.

14. Schiaffino S, Dyar KA, Ciciliot S, et al. Mechanisms regulating skeletal muscle growth and atrophy. FEBS J. 2013;280:4294-314. doi:10.1111/febs.12253.

15. Dmitrieva RI, Revittser AV, Klukina MA, et al. Functional properties of bone marrow derived multipotent mesenchymal stromal cells are altered in heart failure patients, and could be corrected by adjustment of expansion strategies. Aging (Albany. NY). 2015;7:14-25. doi:10.18632/aging.100716.

16. Egan B, Zierath JR. Exercise metabolism and the molecular regulation of skeletal muscle adaptation. Cell Metab. 2013;17:162-84. doi:10.1016/j.cmet.2012.12.012.

17. Binder RK, Wonisch M, Corra U, et al. Methodological approach to the first and second lactate threshold in incremental cardiopulmonary exercise testing. Eur. J. Prev. Cardiol. 2008;15:726-34. doi:10.1097/HJR.0b013e328304fed4.

18. Dickinson JM, D’Lugos AC, Naymik MA, et al. Transcriptome response of human skeletal muscle to divergent exercise stimuli. J. Appl. Physiol. 2018;124:1529-40. doi:10.1152/japplphysiol.00014.2018.

19. Muppala S, Xiao R, Krukovets I, et al. Thrombospondin-4 mediates TGF-β-induced angiogenesis. Oncogene. 2017;36:5189-98. doi:10.1038/onc.2017.140.

20. Lavine KJ, Sierra OL. Skeletal muscle inflammation and atrophy in heart failure. Heart Fail. Rev. 2017;22:179-89. doi:10.1007/s10741-016-9593-0.

21. Zhao J, Zhang C, Liu J, et al. Cellular Physiology and Biochemistry Cellular Physiology and Biochemistry Prognostic Significance of Serum Cysteine-Rich Protein 61 in Patients with Acute Heart Failure. Cell Physiol Biochem. 2018;48:1177-87. doi:10.1159/000491984.

22. Liu R, Molkentin JD. Regulation of cardiac hypertrophy and remodeling through the dualspecificity MAPK phosphatases (DUSPs). J Mol Cell Cardiol. 2016;101:44-9. doi:10.1016/j. yjmcc.2016.08.018.

23. Li C, Wang T, Zhang C, et al. Quercetin attenuates cardiomyocyte apoptosis via inhibition of JNK and p38 mitogen-activated protein kinase signaling pathways. Gene. 2016;577:275-80. doi:10.1016/j.gene.2015.12.012.

24. Takeshima H, Kobayashi N, Koguchi W, et al. Cardioprotective effect of a combination of Rho-kinase inhibitor and P38 MAPK inhibitor on cardiovascular remodeling and oxidative stress in Dahl rats. J. Atheroscler. Thromb. 2012;19:326-36. doi:10.5551/jat.11114.

25. Cosgrove BD, Gilbert PM, Porpiglia E, et al. Rejuvenation of the muscle stem cell population restores strength to injured aged muscles. Nat. Med. 2014;20:255-64. doi:10.1038/nm.3464.

26. Bernet JD, Doles JD, Hall JK, et al. P38 MAPK signaling underlies a cell-autonomous loss of stem cell self-renewal in skeletal muscle of aged mice. Nat. Med. 2014;20:265-71. doi:10.1038/nm.3465.

27. Popov DV, Lysenko EA, Bokov RO, et al. Effect of aerobic training on baseline expression of signaling and respiratory proteins in human skeletal muscle. Physiol. Rep. 2018;6(17):e13868. doi:10.14814/phy2.13868.

Документы

Информация

Автор

О. А. Иванова ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России Университет ИТМО
Е. В. Игнатьева ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России
Т. А. Лелявина ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России
В. Л. Галенко ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России
М. Ю. Комарова ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России
М. А. Борцова ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России
М. Ю. Ситникова ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России
А. А. Костарева ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России; Karolinska institutet
А. А. Сергушичев Университет ИТМО
Р. И. Дмитриева ФГБУ "НМИЦ им. В.А. Алмазова" Минздрава России

Название журнала

Российский кардиологический журнал

Ключевые слова

Статья

Похожие публикации

Документы

Информация